自身免疫性肝病动物模型

【关键词】  模型，动物； 肝病，自身免疫性

Animal models in autoimmune liver disease   JIAO Jian, WANG Jiang-bin, ZHAO Ping.

【Key words】Models, animal; Liver diseases, autoimmune

【First author’s address】Gastroenterology and Hepatology Department, China-Japan Union Hospital, Jilin University, Changchun 130033, China

Email: jjian@ jlu.edu.cn

自身免疫性肝病主要包括自身免疫性肝炎（AIH）、原发性胆汁性肝硬化（primary biliary cirrhosis，PBC）、原发性硬化性胆管炎（primary sclerosing cholangitis，PSC）及重叠综合征。虽然免疫抑制治疗对部分自身免疫性肝病患者有效，并可以在一定程度上提高患者生存率，但停药后能达到长期缓解的病例并不多见，且糖皮质激素和硫唑嘌呤等免疫抑制剂都有很大不良反应，因此针对AIH免疫发病机制的研究以及开发研制新的治疗药物都是本领域需要进一步解决的问题，自身免疫性肝病动物模型为此提供了科学有效的途径[1]。

一、AIH动物模型

1. 抗原/药物诱发的AIH物模型：（1）肝特异性脂蛋白（liver-specific lipoprotein，LSP）诱导的实验性自身免疫性肝炎（experimental autoimmune hepatitis，EAH）模型：用LSP反复免疫小鼠可产生肝特异性抗体，并出现慢性门静脉区淋巴细胞、浆细a胞浸润，在一些小鼠还可出现中重度界板性肝炎。将同系小鼠肝脏匀浆制备的可溶性肝抗原（S-100），采用腹腔注射方法免疫C57BL/6、Balb/c和C3H/He小鼠，结果发现小鼠体内有自身抗体的产生，但这些抗体对疾病的发生发展似乎并不起关键性作用，而且这些抗体也不识别人类AIH的特征性自身抗原。除可产生自身抗体外，该模型在不同种株的小鼠还存在不同的易感性，这与人类AIH的遗传易感性十分类似[2]。C57BL/6比Balb/c和C3H/He小鼠易感，而Lewis大鼠则没有发生EAH。另外，针对LSP的自身抗体在免疫的C57BL/6小鼠血清中被发现，但在其他种株接受免疫的小鼠中则未能检测到。（2）刀豆素A（conA）诱发的AIH动物模型：给小鼠或大鼠注射conA可引起急性或慢性肝脏炎症损伤，其中在小鼠体内引起的急性炎症性损伤与T细胞和巨噬细胞的活化有关[3]。conA肝炎不发生于裸鼠，但若将conA治疗的Balb/c小鼠肝脏中浸润的单核细胞转移到裸鼠体内则可诱发肝炎。此外，conA肝炎也存在小鼠种株易感性的不同（C57BL/6小鼠最具易感性）。与AIH的病情缓解期类似，注射conA 48 h后小鼠模型也呈现出一种免疫抑制状态，并出现胸腺依赖的抗体反应。首次注射conA后1周，小鼠出现对再次给予conA介导的免疫肝损伤出现耐受[4]。而且conA肝炎对免疫抑制剂，如皮质激素、环胞素A和tacrolimus（一种新的抗炎和免疫抑制药）具有高反应性。虽然conA肝炎动物模型出现了类似自身抗原诱发的免疫反应，但与EAH相比，它并不是严格意义上的AIH模型，EAH是由肝匀浆中的自身抗原所诱导的标准的自身免疫反应，而conA肝炎却不存在自身抗原。（3）α半乳糖酰基鞘氨醇（α-Galcer）诱导的AIH动物模型：与非自身抗原诱导的且缺乏自身免疫标志的conA肝炎不同，α-Galcer可以被看作是一种能被NKT细胞CD1d递呈的自身抗原，而AIH发病的人类白细胞抗原相关的遗传易感性正是由于主要组织相容性复合物（MHC）对不同抗原递呈能力的差异。α-Galcer肝炎模型具备个体基因易感性差异，C57BL/6小鼠较Balb/c小鼠显示出更高的α-Galcer肝炎易感性[5-6]。α-Galcer严格依赖于MHC同源CD1d分子的递呈并通过抗原特异性TCR的识别来实现活化功能，这种替代自身抗原所活化的肝内NKT细胞主要是CD4+或双阴性的淋巴细胞，而α-Galcer肝炎中所见到的淋巴细胞也主要是CD4+淋巴细胞[7]。“特异性自身抗体”这一自身体液免疫反应的重要标志并未在α-Galcer肝炎模型中发现，但α-Galcer在狼疮以及其他自身免疫性疾病的小鼠模型中可引起的自身抗体的产生[8]。给小鼠注射α-Galcer也可诱导产生一种免疫抑制状态，预先应用α-Galcer可导致C57BL/6小鼠对再次给予α-Galcer所引起的NKT介导的肝损伤出现耐受[9]。α-Galcer通过人类白细胞抗原的递呈被抗原特异性T细胞受体识别，从而引起与AIH自身反应T细胞活化相类似的肝损伤的发生。因此，α-Galcer肝损伤模型可以被看成是典型的AIH的小鼠模型。

2. DNA免疫诱导的AIH模型：抗肝肾微粒体抗体-1（liver kidney microsome autoantibody-1，LKM-1抗体）和抗肝细胞胞质1型抗体（liver cytosolantibody type 1，LC-1抗体）是Ⅱ型AIH的主要特点，这两种抗体的靶抗原分别是细胞色素P4502D6（CYP2D6）和亚胺甲基四氢叶酸环化脱氢酶（FTCD）。应用这两种人类抗原免疫动物以构建AIH动物模型的结果发现，采用包含小鼠信号分子细胞毒T淋巴细胞抗原-4细胞外区域以及人CYP2D6和人FTCD抗原区域的pCMV质粒对C57BL/6小鼠进行免疫，可观察到ALT水平升高以及门静脉周围、门静脉区以及小叶间肝脏的炎性浸润[10]。此外，免疫的小鼠不仅产生针对异种抗原的抗体，而且产生针对小鼠自身抗原（抗鼠LKM-1和抗鼠LC-1）的抗体，由此可见，采用人类自身抗原的DNA免疫可以打破小鼠对其自身抗原的耐受并引起自身免疫性肝病。随后，这种模型逐渐被应用于C57BL/6、129/SV和BALB/C等不同种株的小鼠，并根据它们不同的MHC基因构型评价MHC基因潜在的作用[11]，结果发现所有小鼠都显示出IgG水平升高，但C57BL/6小鼠（MHC：H-2b）呈现出明显的ALT水平升高，并出现自身抗体、抗原特异性CTCS以及肝小叶和门静脉周围炎症浸润；129/SV（MHC：H-2b）小鼠仅表现为轻度ALT水平升高，也存在肝小叶散在炎症浸润和CTCS，但BALB/C（MHC：H-2d）小鼠则未表现出肝炎，这说明MHCⅡ类分子H-2b在形成AIH的机制中起了一定作用，但并不是绝对的决定性作用。

3. 转基因小鼠的AIH模型：与DNA免疫诱导的AIH模型类似，通过转基因方法也可以构建能够呈现AIH一些重要特点的自身免疫性肝炎动物模型。Bowen等[12]将H-2Kb特异性TCR转基因T细胞过继转移给H-2Kb抗原的转基因178.3小鼠，尽管H-2Kb抗原在小鼠体内是广泛表达的，但在受体小鼠肝脏中检测到了快速的选择性的转基因的CD8+ T细胞的聚集，T细胞在肝脏中的滞留活化引起了一过性肝炎。如果不采用转基因的方法，仅移植178.3小鼠来源的骨髓给正常小鼠，也得到了同样的结果，这就说明T细胞在肝内的聚集活化以及进而引起的肝炎并不依赖于肝细胞上抗原的表达。Voehringer等[13]给转基因鼠注射识别淋巴细胞脉络从脑膜炎病毒糖蛋白的CTL GP33表位的T细胞受体转基因T细胞（这种小鼠在鼠ALB启动子的作用下仅在肝脏中表达这种抗原），结果发现转基因的T细胞对转基因鼠肝细胞上表达的GP33呈现出无反应，但如果受体小鼠感染了淋巴细胞脉络从脑膜炎病毒，这种免疫忽视则能够被打破。GP33特异性TCR转基因T细胞在ALB1小鼠可引起肝炎，但在对照鼠则不能。总之，采用DNA免疫或转基因方法诱导AIH模型动物的研究结果均表明，只要免疫耐受正常存在，即使T细胞能够识别肝细胞所表达的抗原也并不引起肝细胞损伤和肝脏炎症。CTL的活化不仅可在肝脏本身发生，而且可以在肝外的外周淋巴器官被启动，并进而通过活化的CTL转移到肝脏引起肝脏炎症。另外，尽管CTL识别的抗原可能并不在肝细胞中表达，但活化的CTL在肝脏聚集后仍可引起一种旁观效应导致肝脏损伤[14]。

4. 药物/免疫诱导的生理/基因修饰小鼠构建的AIH模型：（1）MRL小鼠中采用三聚乙烯诱发的AIH模型：MRL小鼠是一种来源于C57BL/6J（H-2b）、C3H/Di（H-2K）、AKR/J（H-2K）和LG/J（H-2b）4个品系反复杂交育成的具有自身免疫倾向的小鼠品系。给MRL+/+小鼠注射三聚乙烯可诱导产生CD4+ T细胞依赖的AIH，这种AIH的形成与血清ANA的水平密切相关；在小鼠脾脏和淋巴结等产生炎症因子以及细胞因子的部位可以见到活化的CD4+ T细胞比例明显升高，并与三聚乙烯的剂量密切相关；门静脉区也可见单核细胞浸润明显增加。当然，CD4+ T细胞反应的不同还依赖于肝脏对毒物的代谢，因此这个模型可以被看成是“某些遗传易感的个体受到外界因素作用后而诱发AIH”假说的一个例子[15-16]。（2）出生后胸腺切除小鼠中的AIH模型：用同系粗提肝脏蛋白抗原免疫A/J小鼠可引起肝脏病理损伤，而这种改变在胸腺切除小鼠更为显著。虽然胸腺切除和非胸腺切除小鼠均可测到抗LSP自身抗体，但在胸腺切除小鼠中抗体水平更高。过继转移实验结果发现，出生后胸腺切除小鼠的脾细胞与非胸腺切除小鼠相比显示出对LSP的抑制活性下降，因此推测出生后胸腺切除小鼠由于胸腺对自身抗原的抑制活性受抑，从而出现对LSP的耐受消失，最终导致肝损伤恶化。进一步研究结果发现，出生后胸腺切除小鼠可能出现调节自身抗体产生的调节因子缺失，从而导致针对肝脏本身的自身抗体产生。（3）1型自身免疫调节子（autoimmune regulator，AIRE）-1敲除小鼠的AIH模型：AIRE的功能是参与骨髓胸腺内皮细胞异位蛋白的表达，导致中枢耐受从而避免器官特异性自身免疫。AIRE基因的变异可导致自身免疫性多个内分泌综合征1型（APS-1）以及一种被称为自身免疫性多发性内分泌病-念珠菌病-外胚层营养不良的遗传缺陷。这种疾病的患者将罹患包括AIH在内的一系列器官特异性自身免疫病。Jiang等[17]对可以导致小鼠自身反应淋巴细胞克隆清除缺陷的AIRE基因功能缺失突变进行了研究，并将AIRE敲除突变小鼠与不同基因背景小鼠进行杂交，结果发现大约40% BALB/C小鼠以及超过80%的NOD和SJL小鼠除在其他器官出现自身免疫损伤外，也可出现自身免疫性肝损伤，但在C57BL/6小鼠则不出现自身免疫性肝损伤。这些结果提示，AIRE在自身免疫性肝炎中具有的重要作用，且与不同的基因背景有关。此外，基因背景的不同还与AIRE缺陷鼠不同器官特异性的自身免疫损伤相关，不同种株的AIRE缺陷小鼠（包括C57BL/6），可以发生唾液腺、肺脏以及前列腺的炎症，且自身抗体也存在种株特异性方式的器官浸润，这种遗传背景的影响也正反映了人类中AIRE功能缺陷患者的类似特点[18]。（4）转化生长因子（TGF）β1敲除的BALB/C小鼠AIH模型：TGFβ1是一种多效的细胞因子，是机体正常免疫自身调节和防止自身免疫所必须的物质。TGFβ1缺陷小鼠可出现多种器官的炎症性损伤（主要是心和肺）。Gorham等[19]描述了一个TGFβ1缺陷的BALB/C小鼠出现自发性坏死性肝炎的小鼠模型，该模型采用TGFβ1-/-小鼠与BALB/C背景小鼠进行杂交繁育，结果发现BALB/C背景的TGFβ1-/-小鼠可发生致死性的炎症坏死性肝炎，肝脏中可见大量活化的Th1表型CD4+ T细胞。有趣的是，TGFβ1缺陷仅在BALB/C小鼠中导致逐步进展的坏死性炎症，而在其他背景小鼠（129/CF-1杂交）或C57BL/6背景TGFβ1-/-小鼠则不产生。这明BALB/C的遗传背景为TGFβ1-/-缺陷相关的炎症表型提供了特殊的器官亲嗜性，即该模型代表了有严格基因背景限制的自发性肝炎的小鼠模型，且与免疫调节缺陷相关。值得注意是，前文中提到的大多数AIH模型中，BALB/C小鼠是AIH最不易感的，而与之相反，TGFβ1缺陷引起的炎症坏死性肝炎却仅限于这一种株，说明没有任何种株的遗传特质能够完全被认为是“有肝脏自身免疫倾向的”，MHC和非MHC复合体的作用可能与肝脏自身免疫性炎症的易感性相关。

二、PBC动物模型

1. 胆管内皮细胞免疫诱导的PBC模型：采用猪的肝内胆管内皮细胞和弗氏佐剂对易于发生器官特异性自身免疫病的新生胸腺切除小鼠进行反复免疫，可以产生胆管周围淋巴细胞、浆细胞以及巨噬细胞等单个核细胞浸润，而采用猪的胆囊内皮细胞、猪脾细胞或单纯的弗氏佐剂进行免疫时则不出现类似的改变，另外，如果对非胸腺切除小鼠采用猪的胆管内皮细胞进行免疫也不出现类似改变。采用纯化的同系基因型Wistar或同种基因 Fischer344小鼠增生的胆管细胞作为抗原，免疫Wistar/HD小鼠，结果发现肝脏呈现出非化脓性胆管炎的改变，胆管周围门静脉区域可见CD3淋巴细胞浸润，而其他器官则未有炎症发生，采用小牛血清或肝细胞免疫的对照鼠也未发生胆管炎及胆管周围炎细胞浸润。

2. 碳酸酐酶（carbonic anhydrase-Ⅱ，CA-Ⅱ）免疫诱导的PBC模型：PBC患者存在CA-Ⅱ抗体，且CA-Ⅱ抗体的出现不依赖于抗线粒体抗体（anti-mitochondrial antibodies，AMA）而存在。采用不加佐剂的CA-Ⅱ通过腹腔注射的方式给BALB/C和DBA-IJ小鼠反复进行免疫，结果发现炎症的发生仅限于肝脏，且与胆道周围T细胞（主要是CD4+）以及胆管细胞间淋巴细胞的浸润密切相关。与采用小牛血清免疫的对照鼠相比，采用CA-Ⅱ免疫的小鼠胆管炎的发生率明显升高且BALB/C小鼠较DBA-IJ小鼠更易发生胆管炎。

3. 丙酮酸脱氢酶复合体E2（PDC-E2）成分免疫诱导的PBC模型：AMA在PBC发病机制中有重要作用[20]。AMA的靶抗原是PDC成分E2和E3结合蛋白，针对PDC这种自身抗原的自身抗体和自身反应性T细胞几乎存在于所有PBC患者。在BALB/C、AKR/J、C3H/J和CBA/HeJ小鼠以及大鼠、豚鼠、家兔和恒河猴这些动物中，采用纯化的重组人PDC-E2进行免疫，在不同动物可获得不同滴度的抗体，但这些抗体的出现与胆管损伤与否并不相关。在CD8+ T细胞缺陷情况下，无论外源还是内源PDC仅导致轻微的胆管损伤，自身抗原PDC的T细胞耐受被打破可能与活化的交叉反应B细胞对自身表位的高水平的递呈有关[21]。采用共价修饰的自身小鼠PDC抗原免疫SJL/J小鼠可引起高滴度、高亲和力的针对修饰的和天然的小鼠自身PDC的抗体[22]。

三、PSC动物模型

1. 以胆管、血管内皮系统损伤为主要表现的PSC模型：给经过亚致死量照射的BALB/C小鼠输注B10.D2小鼠的脾细胞和骨髓细胞（9∶1），通过次要组织相容性抗原诱导实验性移植物抗宿主病，可出现胆管周围炎症细胞（主要是淋巴细胞）聚集，胆管内皮层炎细胞浸润，以及内皮细胞退行性变，2～3个月后可出现肝内和肝外胆管以及周围的纤维化。此外，多药耐药基因被靶向破坏的Mdr2-/-小鼠可以发展为与人原发和继发性胆管炎类似的宏观和微观改变（如肝外和肝内胆管狭窄和扩张、洋葱皮样小管周围硬化、灶状小胆管纤维闭合等）。胆汁酸通过受损的紧密连接和胆管基底膜回漏到门静脉，引起门静脉炎性浸润和前炎症细胞因子和前纤维化细胞因子的活化，从而导致胆管周围纤维增生和纤维化，继而出现胆管内皮细胞与胆管周围血管丛分离并最终导致胆管内皮细胞萎缩和死亡[23]。给狗或恒河猴动脉注射氟尿嘧啶脱氧核苷或给恒河猴肝动脉注射乙醇，都可以出现动脉和血管内皮结构完整性的破坏，从而导致肝内纤维性炎症和胆管狭窄。这些改变与化疗时注射氟尿嘧啶脱氧核苷出现的纤维炎症扩散、灶状肝内胆管狭窄、以及PSC和Kussmaul-Maier病中PSC样症状的表现十分类似。这就表明，动脉损伤可以在人和动物模型中导致硬化性胆管炎的典型症状出现。

2. 胆道中毒性损伤相关的PSC模型：有毒的物质，如α-萘基异硫氰酸（ANIT）口服或给小鼠肝脏或肝外胆管注射甲醛均可引起门脉、门脉周围、胆管周围炎症反应以及门脉纤维化或胆管周围硬化。Tjandra等[24]试图用口服ANIT模型解释PSC对皮质激素治疗不敏感的原因，结果发现，饲喂ANIT小鼠的肝脏T淋巴细胞mRNA和皮质类固醇受体蛋白水平较对照组明显下降，而脾脏和循环T淋巴细胞的皮质激素受体mRNA和蛋白质的表达在两组相同，因此推测，肝脏T细胞皮质激素受体的减低与肝CD4+ T细胞对地塞米松抑制作用的敏感性下降有关。

3. 2,4,6-三硝基苯磺酸（2,4,6-trinitrobenzene sulfonic acid，TNBS）诱导的PSC模型：将TNBS注射到小鼠门静脉或胆管可引起PSC的类似症状，且碱性磷酸酶、AST、胆红素水平的升高程度以及胆管细胞增殖程度均与TNBS呈剂量依赖相关性，注射TNBS后1～12周可观察到BECs MHC Ⅱ类分子表达水平升高和抗中性粒细胞胞质抗体（antineutrophil cytoplasmic antibodies，ANCA）出现。但随后8～12个月的长期研究中，尽管75%的动物都是ANCA阳性，但并没有发现胆管炎的血清生化和组织学改变，逆行胆管造影也未发现PSC相关改变，因此推测单一因素不足以启动长期的慢性进展性炎症，炎症的持久性尚需要其他某些刺激因素的存在。

4. 与实验性结肠炎相关的PSC模型：由于多数PSC患者伴有炎症性肠病，因此结肠炎可能与胆管损伤有共同的易感性。Tjandra等[25]通过给小鼠结肠应用TNBS或乙醇载体，然后再给小鼠注射胆管内皮细胞毒素ANIT的方法来检测实验性结肠炎的sprague-dawley大鼠对毒物诱导的胆管炎的易感性，1周后的结果发现，同样注射ANIT后，非结肠炎大鼠胆管周围的门静脉炎症较结肠炎大鼠明显减轻，且结肠炎大鼠肝内IL-10 mRNA水平较非结肠炎大鼠高2倍，但TNFα水平则无明显差异。Numata等[26-27]通过给CD1小鼠口服右旋糖苷硫酸酯钠诱导实验性结肠炎模型对胆管炎和实验性结肠炎的相关性进行分析，结果发现大约1/3的小鼠出现肝脏炎细胞浸润和灶状坏死，且肝内CD4/CD8比值升高，但结肠内CD4/CD8比值并不增加，两种器官内均有NKT的一过性改变和Th1细胞因子产生；进一步采用能够活化NKT细胞的糖酯α-Galcer来分析免疫病理改变，结果发现，在1个月内反复给予α-Galcer可提高小鼠存活率、增加小鼠体重、并能改善肝脏炎症评分，故而推测α-Galcer可能通过调整Th1/Th2比例，从而减低Th1优势和（或）导致NKT细胞群无反应性最终对PSC有治疗作用。

5. 与小肠细菌过度生长相关的PSC模型：采用手术的方法在小鼠空肠形成盲襻造成的小肠细菌过度生长可导致Lewis大鼠和Wistar大鼠体重下降、肝脏增大和肝脏炎症。Wistar大鼠出现症状较晚，而Buffalo大鼠则不出现肝损伤，提示该模型也有类似人类PSC的不同基因易感性。此外，对该模型的研究结果发现，若同时应用特异性的抗生素（如甲硝唑和四环素）可以保护动物不发生疾病的症状并且能够治愈已发生的症状，进一步支持肠细菌过度增殖在易感的大鼠株可引起肝脏炎症和纤维化。值得提出的是，尽管有小肠细菌过度生长，但大鼠血液、腹水、肝脏和脾脏的厌氧菌培养均为阴性，因此目前认为肝损伤并非是由于肝脏本身被细菌感染所引起，而可能是盲襻的细菌细胞壁或其他细菌毒素引起。事实上，给小肠细菌过度生长的Lewis大鼠应用熊去氧胆酸、强的松、氨甲喋呤和环胞素A都不能防止肝损伤的出现。因此肠道内源性细菌的抗原被机体摄取可能是诱发肝脏和胆道的损伤的原因之一，其在易感的宿主通过内源性免疫系统的激活导致肝脏和胆管受损可能是PSC的主要发病机制[28]。

四、总结

目前的动物模型尚不能涵盖相应疾病的所有生理病理特点，仅仅是有些临床症状类似，有些病理改变类似，且人和动物毕竟有所不同，即使是人类个体间，疾病的发生、发展也有很大差异，因此事实上永远不会有与人类疾病完全类似的完美动物模型，但动物模型的研究无疑为了解疾病可能的诱因、进展的机制和治疗方案的改进提供依据。

参  考  文  献

[1]Christen U, Hintermann E, Jaeckel E. New animal models for autoimmune hepatitis. Semin Liver Dis, 2009, 29: 262-272.

[2]Christen U, Holdener M, Hintermann E. Animal models for autoimmune hepatitis. Autoimmun Rev, 2007, 6: 306-311.

[3]Hegde VL, Hegde S, Cravatt BF, et al. Attenuation of experimental autoimmune hepatitis by exogenous and endogenous cannabinoids: involvement of regulatory T cells. Mol Pharmacol, 2008, 74: 20-33.

[4]Biburger M, Erhardt A,Tiegs G. Hepatopathic immune-stimulatory drugs concanavalin A and α-galactosylceramide induce tolerance in murine models of immune-mediated hepatitis. Hepatology, 2004, 40(suppl): 598A.

[5]Biburger M, Tiegs G. Alpha-galactosylceramide-induced liver injury in mice is mediated by TNF-alpha but independent of Kupffer cells. J Immunol, 2005, 175: 1540-1550.

[6]Inui T, Nakashima H, Habu Y, et al. Neutralization of tumor necrosis factor abrogates hepatic failure induced by alpha-galactosylceramide without attenuating its antitumor effect in aged mice. J Hepatol, 2005, 43: 670-678.

[7]Tashiro T, Sekine-Kondo E, Shigeura T, et al. Induction of Th1-biased cytokine production by {alpha}-carba-GalCer, a neoglycolipid ligand for NKT cells. Int Immunol, 2010, In press.

[8]Zeng D, Liu Y, Sidobre S, et al. Activation of natural killer T cells in NZB/W mice induces Th1-type immune responses exacerbating lupus. J Clin Invest, 2003, 112: 1211-1222.

[9]Uldrich AP, Crowe NY, Kyparissoudis K, et al. NKT cell stimulation with glycolipid antigen in vivo: costimulation-dependent expansion, Bim-dependent contraction, and hyporesponsiveness to further antigenic challenge. J Immunol, 2005, 175: 3092-3101.

[10]Lapierre P, Djilali-Saiah I, Vitozzi S, et al. A murine model of type 2 autoimmune hepatitis: Xenoimmunization with human antigens. Hepatology, 2004, 39: 1066-1074.

[11]Lapierre P, B閘and K, Djilali-Saiah I, et al. Type 2 autoimmune hepatitis murine model: the influence of genetic background in disease development. J Autoimmun, 2006, 26: 82-89.

[12]Bowen DG, Warren A, Davis T, et al. Cytokine-dependent bystander hepatitis due to intrahepatic murine CD8 T-cell activation by bone marrow-derived cells. Gastroenterology, 2002, 123: 1252-1264.

[13]Voehringer D, Blaser C, Grawitz AB, et al. Break of T cell ignorance to a viral antigen in the liver induces hepatitis. J Immunol, 2000, 165: 2415-2422.

[14]Buxbaum J, Qian P, Allen PM, et al. Hepatitis resulting from liver-specific expression and recognition of self-antigen. J Autoimmun, 2008, 31: 208-215.

[15]Griffin JM, Gilbert KM, Lamps LW, et al. CD4(+) T-cell activation and induction of autoimmune hepatitis following trichloroethylene treatment in MRL+/+ mice. Toxicol Sci, 2000, 57: 345-352.

[16]Griffin JM, Gilbert KM, Pumford NR. Inhibition of CYP2E1 reverses CD4+ T-cell alterations in trichloroethylene-treated MRL+/+ mice. Toxicol Sci, 2000, 54: 384-389.

[17]Jiang W, Anderson MS, Bronson R, et al. Modifier loci condition autoimmunity provoked by Aire deficiency. J Exp Med, 2005, 202: 805-815.

[18]Hou Y, DeVoss J, Dao V, et al. An aberrant prostate antigen-specific immune response causes prostatitis in mice and is associated with chronic prostatitis in humans. J Clin Invest, 2009, 119: 2031-2041.

[19]Gorham JD, Lin JT, Sung JL, et al. Genetic regulation of autoimmune disease: BALB/c background TGF-beta 1-deficient mice develop necroinflammatory IFN-gamma-dependent hepatitis. J Immunol, 2001, 166: 6413-6422.

[20]Braun S, Berg C, Buck S, et al. Catalytic domain of PDC-E2 contains epitopes recognized by antimitochondrial antibodies in primary biliary cirrhosis. World J Gastroenterol, 2010, 16: 973-981.

[21]Jones DE, Palmer JM, Bennett K, et al. Investigation of a mechanism for accelerated breakdown of immune tolerance to the primary biliary cirrhosis-associated autoantigen, pyruvate dehydrogenase complex. Lab Invest, 2002, 82: 211-219.

[22]Palmer JM, Robe AJ, Burt AD, et al. Covalent modification as a mechanism for the breakdown of immune tolerance to pyruvate dehydrogenase complex in the mouse. Hepatology, 2004 , 39: 1583-1592.

[23]Fickert P, Fuchsbichler A, Wagner M, et al. Regurgitation of bile acids from leaky bile ducts causes sclerosing cholangitis in Mdr2 (Abcb4) knockout mice. Gastroenterology, 2004, 127: 261-274.

[24]Tjandra K, Le T, Swain MG. Glucocorticoid receptors are downregulated in hepatic T lymphocytes in rats with experimental cholangitis. Gut, 2003, 52: 1363-1370.

[25]Tjandra K, Le T, Swain MG. Experimental colitis attenuates development of toxin-induced cholangitis in rats. Dig Dis Sci, 2002, 47: 1216-1223.

[26]Numata Y, Tazuma S, Nishioka T, et al. Immune response in mouse experimental cholangitis associated with colitis induced by dextran sulfate sodium. J Gastroenterol Hepatol, 2004 , 19: 910-915.

[27]Numata Y, Tazuma S, Ueno Y, et al. Therapeutic effect of repeated natural killer T cell stimulation in mouse cholangitis complicated by colitis. Dig Dis Sci, 2005, 50: 1844-1851.

[28]Rudolph G, Gotthardt D, Kl鰐ers-Plachky P, et al. Influence of dominant bile duct stenoses and biliary infections on outcome in primary sclerosing cholangitis. J Hepatol, 2009, 51: 149-155.

（收稿日期：2009-10-29）

（本文编辑：黄晨）

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